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内皮细胞糖萼(endothelial cell glycocalyx，ECG)位于内皮细胞的管腔侧，是介于血管壁与血液之间的一层绒毛状结构，主要由蛋白质和大分子多糖组成。目前关于ECG的研究有多种检测手段，主要以体内实验为主。 微流控芯片技术可以在微米级别空间下真实地模拟体内环境，构建微管道网络系统，从而实现对流体的精确控制，诱导细胞表面形成ECG结构。在口腔颌面部恶性肿瘤中，口腔鳞状细胞癌(Oral squamous cell carcinoma，OSCC)患病人群最多，约占全球所有恶性肿瘤的3％。OSCC侵袭能力较强，易发生淋巴结转移，晚期可转移至远隔器官。恶性肿瘤的黏附、转移过程与ECG结构关系密切。基于ECG芯片模型的构建，我们试图利用这一平台研究OSCC破坏ECG的机制，并用动物实验模型检测微流控模型的可靠性。 目的：本研究的目的是构建微流控芯片ECG模型，同时利用小鼠体内模型验证微流控技术构建ECG结构的可靠性;利用微流控芯片模型和动物体内模型证实VEGF对ECG的破坏作用，从而研究OSCC对ECG结构的影响。 材料方法：本研究利用芯片微通道模拟体内微血管，构建出微流控芯片ECG模型和动物ECG模型。微流控芯片的主要材质有玻璃、高分子聚合物和PDMS等。微流控芯片ECG生理模型是将人脐静脉内皮细胞(HUVEC)接种在包被好基质胶的微通道内，利用微量注射泵产生稳定的剪切力，诱导ECG的产生。微流控芯片ECG病理模型是用微量注射泵向微通道内泵注VEGF水溶液，观察ECG结构化。动物ECG实验模型采用四周龄的SD大鼠，鼠尾静脉注射VEGF水溶液三天后，在体式显微镜下剥离其腹主动脉，利用多聚甲醛固定组织后行OCT液氮下包埋，接着制备5μm的冰冻组织切片，进行WGA荧光染色，在共聚焦显微镜下观察ECG的超微结构。将动物ECG模型与微流控芯片ECG模型做比较，检测微流控芯片模型的可靠性。之后，收集UM-SCC6细胞的条件培养液，利用ELISA试剂盒检测肿瘤细胞分泌VEGF的浓度，用微量注射泵向微通道内泵注UM-SCC6条件培养液，研究UM-SCC6细胞对ECG结构的影响，同时利用大鼠腹腔注射UM-SCC6条件培养液检测芯片实验结果与动物实验结果的一致性。 结果：本实验运用的微流控芯片由四条平行的微通道和两侧的进样孔组成。微通道的长度，宽度，高度分别为2cm，400μm，60μm。HUVEC细胞由一侧进样孔加入接种于四条微通道内，输液装置将微量注射泵与一侧的进样孔相连，将培养液匀速稳定地输送到微通道内。在流速0.75μl/min，剪切力为0.124pa，作用时间为一天时能够观察到稳定的ECG结构，因此剪切力可以诱导ECG结构的形成。待微流控芯片ECG生理模型构建后，微流控芯片ECG病理模型的实验组：用微量注射泵泵注含0.1ng/mL VEGF，0.2ng/mL VEGF ECM培养液24h;对照组：用微量注射泵泵注不含VEGF的ECM培养液24h，与对照组相比，实验组ECG的WGA-FITC染色荧光强度信号显著降低，结果具有统计学意义（**p＜0.01，***p＜0.001）。SD大鼠腹主动脉ECG实验模型中，5μm冰冻组织切片的HE染色结果无法直接观察到ECG结构，经WGA-FITC标记后，能看到清晰的ECG结构，量化分析结果表明鼠尾静脉注射800μL含1.0ng/mL VEGF和2.5ng/mL VEGF的PBS溶液三天后，腹主动脉核顶端及远离核端的ECG高度有所下降，结果具有统计学意义（***p＜0.001）。利用ELISA试剂盒测出UM-SCC6条件培养液中VEGF浓度约为0.23ng/mL，之后用微量注射泵泵注UM-SCC6条件培养液24h，对照组用微量注射泵泵注高糖培养基24h，结果表明泵注UM-SCC6条件培养液后ECG的WGA-FITC染色荧光强度明显低于对照组，其结果具有统计学意义（***p＜0.001）。为了在体内验证微流控模型中肿瘤细胞培养液破坏ECG结构的可靠性，腹腔注射600μL UM-SCC6细胞条件培养液和高糖培养基三天，结果表明注射600μL UM-SCC6细胞条件培养液后大鼠腹主动脉核顶端及远离核端的ECG高度有所下降，差异与对照组相比具有统计学意义（***p＜0.001，**p＜0.01）。 结论：综上所述，本实验基于微流控技术成功构建了微流控芯片ECG生理模型和微流控芯片ECG病理模型，且经动物模型验证微流控芯片ECG模型具有较高的可靠性。肿瘤细胞产物对ECG的结构有破坏作用，具体的机制还有待进一步研究。